用该试剂盒提取的组织或细胞的提取量请参考“不同组织的RNA提取量”。如果RNA的收量过低，则可能有以下几种原因：
1．裂解不充分。
样品的充分裂解是使用该试剂盒提取高质量RNA的关键。关于样品的裂解请参考操作方法中的“样品的裂解”。
2．太多。
使用该试剂盒提取简单植物材料的最佳起始量为50～100 mg，多糖多酚的材料起始量为20～50 mg。
3．洗脱不充分。
建议重复洗脱RNA一次。洗脱时可以将RNase Free dH2O或0.1% DEPC 处理水在RNA Spin Column 的静置时间延长至10 分钟。
4．乙醇残留。
在使用Buffer RWB进行RNA Spin Column清洗后没有进行后续的离心过程，造成乙醇的残留，使RNA的收量下降。建议在使用Buffer RWB清洗后再进行一次离心，以去除乙醇的污染。
如果提取时发生降解，则可能有以下几种原因：
1．使用的组织材料不够新鲜。提取RNA的组织材料应采用新鲜的组织材料，或将新鲜的组织材料用液氮迅速冷冻后置于-80℃保存。
2．提取RNA时使用的试剂及器材中混有RNA分解酶。实验前请参考“预防RNase污染的注意事项”以避免RNase 的污染。
3．提取的组织材料中含有大量的RNA分解酶。RNA分解酶较多的组织应当减少样品的起始量，并加大提取Buffer的用量。
本试剂盒提供了DNase I，能够有效地去除材料中的基因组DNA，一般不会含有基因组的污染。
如果提取的RNA中含有基因组的污染，则可能有以下几种原因：
1．样品的裂解不充分。样品不充分裂解会造成基因组DNA的残留。样品的裂解方法请参考操作方法中的组织或细胞的裂解。
2．样品的起始量太多。过多的起始量使得核酸含量过多，DNase I消化不完全，造成基因组DNA的残留。不同的组织中基因组的含量不同，对于基因组含量较高的样品，请减少样品的起始量，并增加提取时Buffer RL/Buffer PE的用量，或者增加DNase I的用量。
3．未进行DNase I的消化处理。对于部分基因组DNA含量较高的组织材料或后续实验对RNA纯度要求比较严格，则需进行DNase I的消化处理。请参考操作方法中的DNase I消化步骤进行 DNase I的消化处理。
有关RNA的吸光度说明如下： 260 nm、320 nm、230 nm、280 nm下的吸光度分别代表了核酸、背景（溶液浑浊度）、盐浓度和蛋白质等有机物的吸光度值。OD260/OD280（R）体现了RNA中的蛋白质等有机物的污染程度，质量较好的RNA的R值应在1.8～2.0之间，当R<1.8时，溶液中的蛋白质等有机物的污染比较明显；当R>2.2时，说明RNA已经被水解成了单核苷酸。在对核酸进行吸光度检测时，需要注意稀释液应使用TE Buffer。
RNA的浓度可以根据吸光度进行计算： RNA浓度=（OD260-OD320 ）×稀释倍数×0.04 μg/μl 。
利用本试剂盒能够有效提取分子量大于200 nt的Total RNA。如果希望得到Small RNA，可以参照附注部分的“富含Small RNA的Total RNA 的提取”流程进行Small RNA的富集，但是利用该方法提出的Total RNA收量会相对降低。
可以参考“Table1不同材料的最佳提取流程表”，如仍无法判定应使用哪种，可以先尝试按照Protocol-I进行，若提取效果不理想时，再尝试使用 Protocol-II进行提取。
页面更新：2020-05-07 14:27:47
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